实验动物的处死方法

　　摘要阐述了实验动物的几种常用的处死方法,包括物理方法致死、化学药物致死、特殊实验动物的处死等,并从动物福利角度讨论了这些方法的利弊,以为实验动物的使用提供参考。
　　关键词实验动物;处死方法;动物福利 　　
　　安乐死是英文单词Euthanasia的中译,Euthanasia一词来源于古希腊语,意思是美好的死亡、快乐的死亡、无痛苦的死亡。日本学者将Euthanasia翻译为“安乐死”,这一译称为中国学者所接受[1]。实施安乐死一般遵循以下原则:①尽量减少动物的痛苦,尽量避免动物产生惊恐、挣扎、喊叫。②注意实验人员安全,特别是在使用挥发性麻醉剂(乙醚、安氟醚、三氟乙烷)时,一定要远离火源。③方法容易操作。④不能影响动物的实验结果。⑤尽可能缩短致死时间,即安乐死从开始到动物意识消失的时间。⑥判定动物是否被安乐死,不仅要看动物呼吸是否停止,而且要看神经反射、肌肉松弛等状况[2]。
　　1物理方法致死
　　1.1急性失血法
　　此法应用于大鼠和小鼠等小动物时,常是剪断动物的股动脉,放血致死。可以采用摘眼球法,在鼠右侧或左侧眼球根部将眼球摘去,使其大量失血致死。如果是犬、猫或兔等稍大型动物应先使动物麻醉、暴露股三角区或腹腔,再切断股动脉或腹主动脉,迅速放血。动物在3~5 min内即可死亡[3]。采用急性失血法动物十分安静,对动物的脏器无损害,但器官贫血比较明显,若采集组织标本制作病理切片时可用此法。
　　1.2断头法
　　此法适用于鼠类等小动物,可用直剪刀,也可用断头器。断头法处死动物时间短,并且脏器含血量少,若需采集新鲜脏器标本可采用此法。断头法会引起血液循环的突然中断和血压的迅速下降并伴随意识的消失,只能用于恒温动物。对于变温脊椎动物不推荐用断头法,因为它们相对能更高的抵制缺氧[4]。
　　1.3空气栓塞法
　　当空气注入静脉后,可阻塞其分支,进入心脏冠状动脉可造成冠状动脉阻塞,发生严重的血液循环障碍,动物很快死亡。此法适用于较大动物的处死,家兔、猫用此法需注入20~40 mL空气,犬致死的空气剂量为80~150 mL。由于应用此法后,动物死于急性循环衰竭,所以各脏器淤血十分明显。
　　1.4断髓法
　　此法适用于小鼠、大鼠等小动物。用于家兔时可敲击延髓致死,用木锤用力锤动物的后脑部,破坏延脑,动物痉挛后死亡,简单迅速。用于蟾蜍、蛙类可直接捣毁脊髓,将金属探针插入枕骨大孔,破坏脑脊髓使动物死亡,操作过程中要防止毒腺分泌物射入实验者眼内。
　　2化学药物致死
　　常用安乐死药物有:吸入式麻醉剂(包括CO2、CO、乙醚、三氯甲烷等)、氯化钾、巴比妥类麻醉剂、二氯二苯三氯乙(DDT)等。
　　2.1药物吸入
　　药物吸入致动物死亡适用于啮齿类,如小鼠、大鼠、豚鼠等小动物,操作简单,是实验中安乐死的常用方法。因CO2无毒,制备方便,效果确切,是最常用的致死药物。对1日龄的雏鸡研究表明,CO2是有效的安乐死试剂,它几乎不引起痛苦,抑制神经紧张活动,在5 min之内引起动物的死亡。CO2浓度越高,动物失去意识的时间就越短。当CO2浓度增长缓慢时,也会延长动物失去意识的时间[5]。可以采用特制的安乐死箱,能使CO2气体充满整个箱室,确保麻醉致死效果和人员安全[6]。
　　2.2药物注射
　　药物注射是通过将药物注射到动物体内,使动物致死。这种方法适用于较大的动物,如兔、猫、犬等。
　　氯化钾适用于家兔和犬,可采用静脉注射的方式。高浓度的钾可使心肌失去收缩能力,心脏急性扩张,致心脏迟缓性停跳而死亡[7]。实验证明注射氯化钾后细胞损伤严重,线粒体肿胀很明显,嵴模糊不清,细胞核明显异常[8]。家兔和犬的致死量分别为10%氯化钾5~10、20~30 mL。