鳖甲抗肝纤维化活性组分的研究

               作者：唐尹萍，胡春玲，施婧妮，高建蓉，姚航平，刘焱文

【摘要】  目的 筛选鳖甲抗肝纤维化的活性组分。方法 传代培养的HSC-T6与鳖甲Bj61～Bj68共同培养72h后，采用MTT比色法测定各浓度组HSC-T6的增殖情况。结果 Bj61～Bj65和Bj68对HSC-T6细胞无抑制作用，而Bj66和Bj67有较强的抑制作用。结论 Bj66和Bj67为鳖甲的活性组分。

【关键词】  鳖甲;活性组分;MTT比色法

　　[Abstract] Objective To screen the active constituent from Carapax Trionycis. Methods Secondary culture HSC-T6 in vitro,which was co-cultrued with Bj61-Bj68 ,then MTT assay was applied to detect the impacts of Trionyx sinensis at different concentrations on HSC-T6. Results Bj61 - Bj65 and Bj68 had no inhibitory effect on HSC - T6 cells, but Bj66 and Bj67 had a stronger inhibitory effect on HSC - T6 cells. Conclusion Bj66 and Bj67 is the active constituent from Carapax Trionycis.

　　[Key words] Carapax Trionycis ;active constituent;MTT

　　鳖甲为鳖科动物鳖 Trionyx sinensis Wiegmann 的背甲，具有滋阴潜阳、软坚散结、退热除蒸的功效[1]。鳖甲常用于治疗慢性肝病、预防肝硬化[2～4], 是治疗肝纤维化疾患的常用中药，但鳖甲的活性成分鲜见报道。本实验依据活性筛选的思路, 在高建荣等[5]确定分子量小于6000的多肽为鳖甲抗肝纤维化活性部位的基础上，采用葡聚糖凝胶G-25、葡聚糖凝胶G-15进一步分离为8个组分，再用MTT比色法进一步筛选鳖甲抗肝纤维化的活性组分,为后续的筛选活性单体奠定了基础。

　　1 材料与方法

　　1.1 材料

　　1.1.1 对象 大鼠肝星状细胞系(HSC-T6)由浙江大学附属第一医院肝病研究所提供。

　　1.1.2 试验药物及主要试剂 (1)试验药物：鳖甲(醋制品)由浙江衢化医院提供，粉碎后过80目筛。(2)细胞培养试剂：胰蛋白酶(trypsin)、非必需氨基酸(NEAA)、 High-DMEM培养基，GIBCO产品 ;胎牛血清，武汉三利生物技术有限公司产品;青霉素、链霉素，华北制药股份公司产品;二氧化碳(CO2)，武汉市明辉气体科技有限公司。(3)细胞增殖用试剂：二甲基亚砜 (DMSO)、噻唑蓝 (MTT)，武汉凌飞科技有限公司。(4) 葡聚糖凝胶G-25、葡聚糖凝胶G-15:北京慧得易公司。

　　1.1.3 仪器 CO2培养箱，日本 SANYO公司产品;全自动酶标仪，美国 Bio-Rad公司产品;倒置相差显微镜，日本Olympus公司产品;洁净工作台，上海博迅医疗设备厂产品。

　　1.2 试验方法

　　1.2.1 鳖甲透析物干燥粉末的制备 精密称取鳖甲粉末100g，加200ml双蒸水超声提取20min，抽滤，残渣加水100ml超声10min，抽滤，合并滤液，冷冻干燥得冻干粉。再用少量水将冻干粉溶解，装于透析膜内，用100ml水于4℃透析5h，透析2次，合并膜外溶液，冷冻干燥。最后得鳖甲干燥粉末为淡黄色絮状粉末，即为鳖甲的抗肝纤维化活性肽类物质[5](M<6000)。

　　1.2.2 鳖甲抗肝纤维化活性部位不同组分的分离 称取50g葡聚糖凝胶G-25(Sephadex G-25)，加入过量双蒸水，加热溶胀约2h，放置冷却至室温，装柱。取0.3653g醋鳖甲透析物干燥粉末，用双蒸馏水8ml溶解，加入色谱柱上端，用蒸馏水洗脱，收集流分，每份10ml，共收集8个流分，即将鳖甲抗肝纤维化活性肽类物质分离为8个部位，分别记录为Bj1～Bj8，其中Bj4、Bj6和Bj7为活性部位[6]。再称取70g葡聚糖凝胶G-15(Sephadex G-15)，加入过量双蒸水，加热溶胀约2h，放置冷却至室温，装柱。取0.4012g Bj6样品，用双蒸馏水5ml溶解，加入色谱柱上端，用蒸馏水洗脱，收集流分，每份10ml，共收集8个流分，即将鳖甲抗肝纤维化活性部位Bj6分离为8个组分。提取分离流程见图1。

　　图1 提取分离流程1.2.3 HSC的培养及传代 将传代的HSC-T6培养于含10% 胎牛血清、100U/ml青霉素、100mg/ml链霉素和1% NEAA的High-DMEM培养液中，置于37℃、5%CO2、饱和湿度的细胞培养箱中培养;在倒置显微镜下观察细胞长到亚单层或细胞密度约 80%～90%时，是HSC-T6传代的标志;吸弃培养基，加入0.25%胰蛋白酶1～2ml， 37℃ 消化2～3min，待细胞回缩，瓶壁有少量细胞脱落，即用含血清培养基终止;收集细胞悬液于50ml消毒离心管中，1700r/min， 4℃离心7min，弃去上清液，加入含 10%胎牛血清的DMEM用吸管反复吹打、分散细胞，取细胞悬液光镜下计数，完全培养基调整细胞浓度 ，以 1×105/ml传代。

　　1.2.4 MTT比色法测定 HSC增殖 传代 HSC-T6细胞按 1×105的密度接种于 96孔培养板，每孔加 100μl，细胞贴壁长满孔底12h后，换用 5%FCS的DMEM培养基，培养12h后，分别加入高、中、低剂量Bj61～Bj68 (以含 5%FCS的 DMEM 培养基倍比稀释成16、8、4mg/ml，用0.45μm滤膜过滤)，4孔重复，另设空白对照组(含5%FCS的DMEM培养基)。培养72h后，去培养基(翻板)，每孔加20μl MTT溶液。孵育4h，每孔加入 DMSO 100μl，在微型混合器上振荡 2min，10min后于酶标仪上0D490值，再按下式计算抑制率：抑制率=(1-药物组OD值 对照组OD值)×100%

　　1.3 统计学方法 实验结果以x±s表示。应用单因素方差分析，P<0.05表示差异有显著性。