脊髓缺血再灌注损伤的病理机制及治疗
来源：岁月联盟
时间：2010-07-12
1 脊髓缺血再灌注损伤模型
自Stenonis(1667年)以来，脊髓缺血损伤(Spinal Cord Ischemia Injury，SCII)动物模型的制作是SCII研究中首先面临的一个重要课题。目前此模型多以阻断腹主动脉致SCII为代表［1］，经腹膜后左肾动脉下腹主动脉阻断造成SCII模型，亦被广泛的应用；后来有学者经股动脉插气囊或液囊导管阻断腹主动脉制作模型。这些模型均存在一共同的不足之处，即同时导致了腹腔及下肢等广泛的缺血损伤，这无疑影响了对研究脊髓损伤后的行为功能学的评估。伍亚民等［2］应用选择性阻断日本大耳白家兔腰动脉制作脊髓缺血损伤轻、中、重度模型获得很好的效果。徐明在数字减影(DSA)设备监视下行选择性脊髓动脉造影和栓塞，建立急性SCII动物模型，这在国内外尚少有报道。他发现小颗粒聚乙烯醇 (PVA，直径118～154μｍ)经椎间动脉注入后，滞留于脊髓前、后纵行动脉链内，能有效阻断局部脊髓血供。这是制备SCII动物模型的一种较为实用的方法。
2 脊髓缺血再灌注损伤机制研究
脊髓缺血再灌注损伤的具体机制尚不清楚，但氧自由基介导的脂质过氧化反应、钙离子超载、兴奋性氨基酸、前列腺素等因素在脊髓损伤机制中起重要的作用已得到公认。近年来在损伤机制研究方面取得了很多进展，较为引人注意的有以下几个方面。
2.1 脊髓缺血损伤后神经元的死亡方式 Sakurai-M等［3］通过对家兔脊髓缺血再灌注损伤的研究，认为脊髓短暂缺血后运动神经元的死亡方式不是坏死，而是凋亡。他发现在缺血15min、再灌注2天后电泳发现少数神经元细胞核的DNA碎片，并于运动神经元的细胞核中观察到末端脱氧核苷酸转移酶1介导的三磷酸脱氧尿苷酸生物素阳性染色。SCII细胞死亡过程中，DNA损伤早于细胞核内碎片的出现，DNA蛋白激酶（DNA-PK）在DNA的修复中起着重要作用。DNA-PK含一个异二聚体的ku抗原及一个分子量为460000Da的催化亚基- DNA-PKc，是一种含丝氨酸及苏氨酸的激酶。DNA-PK修复DNA时，ku和DNA-PKcs均结合于DNA的自由尾端，结合后DNA-PKcs受到激活，ku能增强此激活作用。Shackelford D A 等［4］研究兔子SCII时发现脊髓短暂缺血时（15min），DNA-pk活性增高，再灌注后脊髓神经功能可恢复，而严重的缺血时（60min）DNA-pkcs及多聚酶数量减少，活性受到抑制，致永久性瘫痪。
2.2 脊髓缺血损伤后局部离子环境 人们已认识得后SCII后局部离子环境发生明显的变化。脊髓缺血、缺氧导致细胞膜通透性增加，离子钠、钾、钙失衡，从而影响脊髓的传导功能。细胞内的高钙与线粒体结合，并激活多种酶，致代谢紊乱，产生大量自由基参与脂质过氧化，与离子钙超负荷等引起微血管痉挛和闭塞，加重微循环障碍。Masaki-M、申才良等［5］发现，脊髓组织损伤区钾、镁含量下降，钠、钙升高，而血清总钙没有明显变化。血清总镁伤后开始下降，后又有所回升。这与脊髓伤后细胞膜结构破坏，离子泵活性降低，能量产生障碍有关。Robson等发现如果伤前给予足量的镁可以促进动物缺血性脊髓损伤的功能恢复。
2.3 脊髓缺血损伤的早期标志 Shackelford DA［6］研究发现微管辅助蛋白τ在微管组装的动力因素中起重要作用，微管合成是轴突生长和神经塑型所必需的。缺血促进蛋白分解，影响激酶和磷酸酶的活性，长时间缺血致截瘫时发现τ被去磷酸化。τ的这种变化可影响到微管的稳定性，进而影响到神经可塑性及轴突运输功能。缺血后Tau-1明显下降的机制可能有三种：(1)至少一个位点被去磷酸化；(2)被降解导致大分子τ减少；(3)τ过磷酸化，Tau-1免疫反应性下降。缺血时τ在10～30min内很快去磷酸化，再灌注后MAP激酶被激活，τ又复磷酸化，未发现τ过磷酸化。动脉阻断15min时，钙离子依赖性激酶Ⅱ的活性下降70%，再灌注后又迅速磷酸化。研究发现此激酶的活性变化和蛋白τ的去磷酸化是脊髓缺血损伤早期的敏感性标志。
2.4 脊髓缺血再灌注损伤的脂质变化 Lukacova N等［7］的研究表明脊髓局部缺血时，脂质发生过氧化反应并伴有明显的脂质分解过程。缺血时TBA、RS明显升高，磷酯酰纤维醇（IP）、EP、EPLS与PA等均明显降低，缺血20min后仍可见丝氨酸磷酯（SP）的改变。再灌注后伴有IP、EPLS、PA下降，而EP维持缺血时水平。
2.5 脊髓缺血再灌注损伤中的保护因素 Kluchova D［8］发现脊髓缺血再灌注后，NADH脱氢酶明显存在于背角、中心周围区、骶副交感神经核中，4天后出现于中央灰质区及神经核坏死区。Marsala J［9］使用银染色发现脊髓灰质中NADPH-硫辛酰胺脱氢酶强阳性染色的神经元能对抗缺血。在腹主动脉结扎后40min或再灌注1天后，该强阳性染色的神经元及其轴突主要位于下腰髓Ⅰ～Ⅲ、Ⅹ层，骶2副交感神经元中。尽管Ⅳ～Ⅶ层神经元广泛坏死，但此区域内大量阳性染色的神经元未发生坏死。其对抗缺血的机制尚不明确，推测与一氧化氮（NO）的扩血管作用有关。
体内活性蛋白C（APC）是一种抗凝因子，Hirose K等［10］在大鼠SCII的研究中发现在静脉给予APC组和使用氮芥类药物造成白细胞减少组，SCII后TNF-α、IL-8、过氧化酶等升高的水平较其它组明显减低。其实验表明APC对抗SCII的作用是通过抑制中性粒细胞来实现的，具体机制可能是抑制了中性粒细胞的一活性因子TNF-α，且丝氨酸蛋白酶的活性在其中起重要作用。
脊髓缺血再灌注损伤的病理机制复杂，人们对此的认识尚正逐渐深入。如近年来，人们已逐渐对内皮素-1（ET-1）在SCII中的作用有了一定程度的认识，不少实验表明ET-1参与SCII的致伤机制，并是伤后4～24h的重要损害因子之一。随着对脊髓缺血损伤病理机制的逐渐认识，人们在脊髓缺血再灌注损伤的防治方法上也取得了较多的进展。
3 脊髓缺血再灌注损伤防治方法的研究进展
临床上，脊髓缺血再灌注损伤常合并或继发在脊柱脊髓外伤和病变中，少有单独发生。故在治疗脊柱脊髓伤病时，SCII就已在获得防治。常用的方法有外科手术、药物治疗、基因治疗、移植治疗等，另外还有其特殊的防治措施。
3.1 特殊措施 胸心外科、血管外科的部分手术中常需要短时或永久阻断腹主动脉、腰动脉等，导致SCII，术后引起相应的脊髓损伤症状。近年来许多研究表明，如果在阻断这些重要动脉前，先短暂夹闭该动脉数分钟，进行一定时间的缺血耐受训练后，可减少SCII的程度［11，12］。此现象最先发现于大脑组织中，且不同动物、中枢神经系统的不同部位对缺血的敏感程度不一样，海马锥体区最敏感，而脑干则不敏感。Nzau Munyao实验时先耐受性短暂夹闭兔子腹主动脉12.5min，12h后再阻断30min，发现脊髓前角运动神经元在形态上的损伤征象明显低于未进行缺血训练组，监测前肢功能亦未见明显损伤。并证实了预先进行缺血耐受训练的时间长短取决于不同组织对缺血的敏感性，一般是造成组织梗死所需时间的30%～40%；他还发现不同动物、不同组织均能产生这种现象，且开始缺血训练到按手术要求处理该血管的间隔时间长短不一样，脑组织间隔1～5天，兔子脊髓则为12h，而心脏及骨骼肌仅为数分钟。另外，Radonak J研究发现此类需阻断重要动脉的手术，术后开放该动脉时如进行逐步充血、充氧，亦可减少SCII［13］。
有不少实验采取温度控制来减少SCII，产生了一定的效果。Perdrizet GA［14］等在处理该动脉前，使体温升高至42.5℃，持续15min，致全身热休克，再恢复正常体温，6～8 h后再阻塞动脉，研究表明这样对脊髓有保护作用。同样，低温亦有相同效应［15～18］。Radonak J在硬膜外用5℃盐水使脊髓降温，整个缺血过程脊髓温度为26.8℃，再阻断胸主动脉，脊髓可耐受缺血40min。轻、中度低温（32～35℃）可使缺血再灌注后的脑脊液中的葡萄糖含量降低，但对相应的神经组织无损害，不产生任何远期影响。
3.2 外科手术 临床上患者脊柱骨性组织、韧带等软组织的结构改变，是造成SCII的一重要原因，SCII后组织水肿，又可加重SCII。目前已广泛的认为，脊柱脊髓外伤后早期在6～8h内行手术减压是治疗SCII的关键。
3.3 药物 临床上后尚无特殊用药，药物治疗进展不大。损伤早期仍多应用糖皮质激素（地塞米松、甲基强的松龙等），以减轻炎症反应。近年来有许多文章相继报道一些新药有助于SCII后神经功能恢复，如尼莫地平、强力霉素、Tirilazad、右羟吗喃、放线菌酮环己酰亚胺等等，但疗效均不肯定，临床上没有普遍应用。损伤后期多应用神经再生因子和神经营养因子等治疗，有一定的收效，如神经生长因子（NGF）、神经营养因子-3（NT-3）和脑源性神经营养因子（BDNF）等。
3.4 基因治疗 基因治疗是通过转基因技术，使含神经营养基因的细胞分泌神经营养素，促进神经功能恢复。目前该方法的研究尚处于探索阶段。
3.5 移植治疗 近年来的大量实验研究表明，进行神经干细胞、胚胎干细胞移植及外周神经移植是后期治疗脊髓严重损伤的一种比较有希望的方法。McDonald等［19］报道将胚胎干细胞植入大鼠脊髓损伤区后能存活，且移行至伤区以外8mm，使大鼠能负重站立，并部分改善后肢协调运动。Giovanini等［20］把人胚胎脊髓组织植入大鼠脊髓损伤区，证实在损伤区有大量的轴突再生。Olsen L［21］采用多根肋间神经移植来桥接大鼠脊髓缺损间隙，发现可使临近的白质改道与远端的灰质连接，从而促进其后肢功能恢复。亦有不少实验进行雪旺细胞移植，也取得可喜的实验结果。
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1 Qayumi AK，Janusz MT，Lystir DM，et al.Animal model for investigation of spinal cord injury caused by aoutic cross-clamping.J Invest Surg，1997，10：47-52.
2 伍亚民，王正国，朱佩芳，等.脊髓缺血损伤动物模型及行为的实验研究.中华创伤外科杂志，2000，16：157-159.
3 akurai M，Hayashi T，Abe K，et al.Delayed and selective motor neuron death after transient spinal cord ischemia： a role of apoptosis?J Thorac Cardiovasc Surg，1998，115(6)：1310-1315.
4 Shackelford DA，Tobaru T，Zhang S，et al.Changes in expression of the DNA repair protein complex DNA dependent protein kinase after ischemia and reperfusion.J Neurosci，1999，19(12)：4727-4738.
5 申才良，江曙，董英海，等.兔脊髓损伤后钠钾钙镁含量变化及临床意义.骨伤，1999，12：18-20.
6 Shackelford DA，Nelson KE.Changes in phosphorylation of tau during ischemia and reperfusion in the rabbit spinal cord.J Neurochem.，1996，66(1)：286-295.
7 Lukacova N，Halat G，Chavko M，et al.Ischemia reperfusion injury in the spinal cord of rabbits strongly enhances lipid peroxidation and modifies phospholipid profiles.Neurochem Res，1996，21(8)： 869-873.
8 Kluchova D，Marsala J.Selective sparing of NADPH d positive spinal cord neurons affected by ischemia.Gen Physiol Biophys，1999，18(Suppl 1)：78-80.
9 Marsala J，Kluchova D.Marsala M Spinal cord gray matter layers rich in NADPH diaphorase positive neurons are refractory to ischemia reperfusion induced injury： a histochemical and silver impregnation study in rabbit.Exp Neurol，1997，145(1)：165-179.
10 Hirose K，Okajima K，Taoka Y，et al Activated protein C reduces the ischemia/reperfusion induced spinal cord injury in rats by inhibiting neutrophil activation.Ann Surg，2000，232(2)：272-880.
11 Munyao N，Kaste M，Lindsberg PJ.Tolerization against loss of neuronal function after ischemia reperfusion injury.Neuroreport，1998，9(2)：321-325.
12 Hawaleshka A，Jacobsohn E .Ischaemic preconditioning： mechanisms and potential clinical applications.Can J Anaesth，1998，45(7)： 670-682.
13 Radonak J，Marsala M，Marsala J.Gradual postischemic reoxygenation as protection against spinal cord ischemia in an experiment.Rozhl Chir，1999，78(3)：105-108.
14 Perdrizet GA，Shapiro DS，Rewinski MJ.Surgical stress and the heat shock response： in vivo models of stress conditioning.Ann N Y Acad Sci，1999，874： 320-325.
15 Matsumoto M，Iida Y，Sakabe T，et al.Mild and moderate hypothermia provide better protection than a burst suppression dose of thiopental against ischemic spinal cord injury in rabbits.Anesthesiology，1997，86(5)：1120-1127.
16 Tolwani RJ，Yamamoto K，Waggie K，et al.Hypothermia reduces neurologic deficits associated with placement of a vascular prosthesis in the abdominal aorta of rabbits.Lab Anim Sci，1998，48(3)：282-287.
17 Radonak J，Marsala M，Marsala J.Epidural regional hypothermia for prevention of paraplegia in experimental aortic clamping.Rozhl Chir，1999，78(3)：109-113.
18 Ishikawa-T，Marsala M.Hypothermia prevents biphasic glutamate release and corresponding neuronal degeneration after transient spinal cord ischemia in the rat.Cell Mol Neurobiol，1999，19(2)：199-208.
19 McDonald JW，Liu XZ，Qu Y，et al.Transplanted embryonic stem cells survive，differentiate and pronote recovery in injured rat spinal cord.Nature Medicine，1999，5(12)：1410-1412.
20 Giovanini MA，Reier PJ，Eskin TA，et al.Characteristics of hman fetal spinal cord grafts in the adult rat spinal cord ：influences of lesion ank grafting conditions.Experimental Neurology，1997，148(2)：523-543.
21 Olsen L，Cheng H，Zetterstreom RH，et al.On CNS repair and protection strategies；novel approaches with implications for spinal cofd injury and Parkinson`s disease.Brain Research.Brain Research Reviews，1998，26(2-3)：302-305.
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