抗坏血酸对细菌脂多糖引起发育毒性保护作用

来源:岁月联盟 作者:陈远华,徐德祥,赵磊 时间:2010-07-12

【摘要】  目的 研究抗坏血酸(AA)对细菌脂多糖(LPS)引起宫内胎儿死亡(IUFD)、生长发育迟缓(IUGR)和骨骼发育迟缓的保护作用。方法 实验1:LPS组小鼠于妊娠第15~17d经腹腔注射LPS,LPS+AA组在LPS处理前和/或处理后经腹腔注射给予AA,对照组给予等容量的生理盐水或AA。所有孕鼠于妊娠第18d处死。实验2:LPS组小鼠于妊娠第16d注射LPS,LPS+AA组在LPS处理前和/或处理后经腹腔注射给予AA,对照组给予等容量的生理盐水或AA。LPS处理后6h处死孕鼠。结果 LPS+AA预处理组平均每窝死胎数明显低于单纯LPS处理组,LPS+AA后和预+后处理组平均每窝死胎数与单纯LPS组比较差异无统计学意义;AA预、后和预+后处理均显著抑制LPS引起IUGR和枕骨骨化不全。AA预和后处理均显著抑制LPS引起母肝、胎肝和胎盘组织脂质过氧化,但AA预处理的作用强于后处理。结论 AA预处理通过抑制LPS引起的氧化应激,预防LPS引起IUFD、IUGR和骨骼发育迟缓;AA后处理和预+后处理对抗LPS引起IUGR和骨骼发育迟缓,但对LPS引起的IUFD无明显保护作用。

【关键词】  细菌脂多糖

     
  细菌脂多糖(lipopolysaccharide,LPS)是革兰阴性细菌细胞壁结构中的类脂多糖,广泛存在于人和动物的消化道内〔1〕。LPS引起的胚胎吸收、宫内胎儿死亡(intra?uterine fetal death,IUFD)和早产已经得到证实〔2〕。本课题组前期研究发现,母鼠妊娠晚期接触LPS引起胎儿宫内生长发育迟缓(intra?uterine growth retardation,IUGR)和骨骼发育迟缓,活性氧(ROS)可能参与了LPS引起的胚胎发育毒性〔3,4〕。抗坏血酸(AA)是重要的水溶性抗氧化剂,本文重点探讨AA对LPS引起小鼠IUFD、IUGR和骨骼发育迟缓的保护作用。

  1   材料与方法

  1?1   试剂   细菌脂多糖(EschericlSia coli LPS,serotyoe 0127:B8)和抗坏血酸(ascorbic acid,AA)(美国Sigma公司)。

  1?2   动物及实验方法   清洁级ICR小鼠(7~8周,雄性30~32g,雌性26~28g)(北京维通利华实验动物公司)。实验前适应性喂养1周(自由饮食,昼夜均衡,温度20~25℃,湿度(50±5)%。交配时,按2∶4(雄∶雌)于21:00合笼,次日7:00检查雌鼠阴栓,查到阴栓者定为妊娠第0d。分2个实验。实验1:孕鼠随机分为单纯LPS处理组,LPS+AA预、后和预+后处理组及对照组,所有孕鼠均于妊娠第15~17d给药。单纯LPS处理组仅注射LPS(75μg/kg,ip);LPS+AA预处理组孕鼠注射LPS前0?5h给予AA(500mg/kg,ip);LPS+AA后处理组孕鼠注射LPS后3h给予AA(500mg/kg,ip);LPS+AA预+后处理组孕鼠注射LPS前0?5h和后3h各给予500mg/kg的AA;对照组给予等容量生理盐水或AA。所有孕鼠于妊娠第18d处死,记录活胎、死胎、吸收胎数和流产数,秤量活胎体重,测量身长和尾长,并评价活胎鼠骨骼发育情况。实验2:分组同实验1,每组11只,所有孕鼠均于妊娠第16d给药。单纯LPS组仅注射LPS(75μg/kg,ip);LPS+AA预处理组孕鼠注射LPS前0?5h给予AA(500mg/kg,ip);LPS+AA后处理组孕鼠注射LPS后3h给予AA(500mg/kg,ip);LPS+AA预+后处理组孕鼠注射LPS前0?5h和后3h各给予500mg/kg的AA;对照组给予等容量生理盐水或AA。LPS处理后6h处死孕鼠,取母肝、胎肝和胎盘,检测丙二醛(MDA)和谷胱甘肽(GSH)水平。

  1?3   氧化应激水平测定   用Griffith法〔5〕测定组织GSH含量。通过测定脂质过氧化的羰基产物MDA含量反映组织的氧化应激水平,MDA含量测定采用硫代巴比妥酸反应底物(TBARS)比色法〔8〕。蛋白含量用Lowry法〔7〕测定。

  1?4   统计分析   采用SPSS 12?0统计软件进行方差分析和两样本t检验。

  2   结果

  2?1   AA对LPS引起IUFD的影响   单纯LPS处理组平均每窝死胎数显著高于对照组[(0?1±1?1)与(8?2±2?0),P<0?01],LPS+AA预处理组平均每窝死胎数显著低于单纯LPS处理组[(3?1±4?5)与(8?2±2?0),P<0?01]。LPS+AA后处理组(5?4±6?3)和预+后处理组(6?2±5?2)平均每窝死胎数与单纯LPS处理组(8?2±2?0)比较差异无统计学意义(P>0?05)。

  2?2   AA对LPS引起骨骼发育迟缓的影响(表1)   母鼠妊娠晚期给予LPS引起胎鼠枕骨、胸骨、尾椎骨、前指骨和后掌(趾)骨骨化不全;AA预处理、后处理和预+后处理均显著抑制LPS引起枕骨、后掌(趾)骨骨化不全。

  2?3   AA对LPS引起IUGR的影响(表2)   母鼠妊娠晚期给予LPS显著降低活胎体重、身长和尾长,AA预处理、后处理和预+后处理均显著抑制LPS引起IUGR。

  表1   AA对LPS引起骨骼发育迟缓的影响(略)

  注:e枕骨评分:1=正常,4=上枕骨未见骨化点;与对照组比较,a P<0?05,b P<0?01;与LPS组比较,c P<0?05,d P<0?01

  表2   LPS和AA对宫内胎儿生长发育迟缓的影响(略)

  注:与对照组比较,b P<0?01;与LPS组比较,d P<0?01

  2?4   AA对LPS引起组织MDA水平升高的作用(表3)   母鼠妊娠晚期给予单剂量LPS,母肝、胎肝和胎盘组织MDA水平显著升高(P<0?01)。LPS+AA预处理组母肝、胎肝和胎盘组织MDA水平显著低于单纯LPS处理组(P<0?01);LPS+AA后处理组胎肝和胎盘组织MDA水平明显低于单纯LPS处理组(P<0?05),但母肝组织MDA水平与单纯LPS比较,差异无统计学意义(P>0?05);LPS+AA预+后处理组母肝和胎盘组织MDA水平显著高于LPS+AA预处理组(P<0?01)。

  表3   AA对LPS引起MDA升高的作用(略)

  注:与对照组比较,b P<0?01;与LPS组比较,c P<0?05,d P<0?01;与LPS+AA预处理比较,e P<0?01

  2?5   AA对LPS引起组织GSH降低的影响   母鼠给予单剂量LPS,母肝、胎盘和胎肝组织GSH含量分别为(22?5±2?1),(3?70±1?60),(12?4±1?2)nmol/(mg prot),显著低于对照组(P<0?01)。AA处理后,母肝、胎肝和胎盘组织GSH水平进一步降低。

  3   讨论

  本研究结果显示,母鼠妊娠第15~17d经腹腔给予LPS,平均每窝死胎数显著增加。此外,LPS显著降低活胎平均体重、身长和尾长,并延缓胎鼠枕骨、胸骨、尾椎骨、前指骨和后掌(趾)骨骨化。结果表明,母鼠妊娠晚期接触LPS引起IUFD、IUGR和骨骼发育迟缓。进一步研究发现,LPS+AA预处理组平均每窝死胎数显著低于单纯LPS处理组,AA预处理显著抑制LPS引起活胎平均体重、身长和尾长下降,并逆转LPS,引起的枕骨骨化不全。这些结果提示,AA预处理明显减弱LPS引起IUFD、IUGR和骨骼发育迟缓。AA是重要的水溶性抗氧化剂。资料证实,AA能直接清除机体产生的氢氧自由基(·OH)和超氧阴离子自由基(O-·2),预防氧自由基引起的氧化性损伤〔8〕。本研究发现,AA预处理显著抑制LPS引起母肝、胎肝和胎盘组织脂质过氧化。结果提示,AA预处理可能通过清除LPS刺激机体产生的ROS,预防LPS引起IUFD、IUGR和骨骼发育迟缓。最近研究发现,AA具有双向作用,在有氧微环境下可通过自氧化反应产生去氢抗坏血酸负离子自由基(A-·)、O2-·和过氧化氢(H2O2)〔9〕,过多摄入AA或机体处于有氧状况下可诱导氧化应激并引起机体氧化性损伤〔10,11〕。本研究结果显示,AA后处理和预+后处理对LPS引起母肝、胎肝和胎盘组织脂质过氧化的拮抗作用显著弱于AA预处理。进一步观察发现,AA后处理和预+后处理显著减弱LPS引起IUGR和骨骼发育迟缓,但对LPS引起IUFD无抑制作用。综上所述,AA预处理通过抑制LPS引起的氧化应激,预防LPS引起IUFD、IUGR和骨骼发育迟缓;AA后处理和预+后处理显著减弱LPS引起IUGR和骨骼发育迟缓,但对LPS引起IUFD无抑制作用。

 

【文献】
    〔1〕 Romero R,Espinoza J,Mazor M.Can endometrial infection/inflammation explain implantation failure,spontaneous abortion,and preterm birth after in vitro fertilization[J].Fertil Steril,2004,82:799-804.

  〔2〕 Rivera DL,Olister SM,Liu X,et al.Interleukin?10 attenuates experimental fetal growth restriction and demise[J].FASEB J,1998,12:189-197.

  〔3〕 Chen YH,Xu DX,Wang JP,et al.Melatonin protects against lipopolysaccharide?induced intra?uterine fetal death and growth retardation in mice[J].J Pineal Res,2006,40:40-47.

  〔4〕 Xu DX,Chen YH,Wang H,et al.Effect of N?acetylcysteine on lipopolysaccharide?induced intra?uterine fetal death and intra?uterine growth retardation in mice[J].Toxicol Sci,2005,88:525-533.

  〔5〕 Griffith OW.Determination of glutathione and glutathione disulfide using glutathione reductase and 2?vinylpyridine[J].Anal Biochem,1980,106:207-212.

  〔6〕 Ohkawa H,Ohishi N,Yagi K.Assay for lipid peroxidation in animal tissues by thiobarbituric acid reaction[J].Anal Biochem,1979,95:351-358.

  〔7〕 Lowry OH,Rosebrough N J,Farr AL,et al.Protein measurement with the Folin phenol reagent[J].J Biol Chem,1951,193:265-275.

  〔8〕 Sen Gupta R,Sen Gupta E,Dhakal BK,et al.Vitamin C and vitamin E protect the rat testes from cadmium?induced reactive oxygen species[J].Mol Cells,2004,17:132-139.

  〔9〕 Paolini M,Pozzetti L,Pedulli GF,et al.The nature of prooxidant activity of vitamin C[J].Life Sci,1999,64:PL 273-278.

  〔10〕 Harreus U,Baumeister P,Zieger S,The influence of high doses of vitamin C and zinc on oxidative DNA damage[J].Anticancer Res,2005,25:3197-3201.

  〔11〕 Li SD,Su YD,Li M,et al.Hemin?mediated Hemolysis in Erythrocytes:Effects of Ascorbic Acid and Glutathione[J].Acta Biochim Biophys Sin,2006,38:63-69.