体外受精-胚胎移植中暂时性高催乳素血症对妊娠的影响
作者：钟依平 沈晓婷 李瑾 齐诠 周灿权 梁晓燕 庄广伦
【Abstract】：Objective: To evaluate the Impact of serum prolactin conncentration on the day of human chorionic gonadotropin( hCG) administration on clinical outcome of in vitro fertilization and embryo transfer (IVF-ET). Methods: 202cycles of IVF-ET/ICSI-ET performed in Reproductive Medical Center of the First Affiliated Hospital, Sun Yat-Sen University of Medical Sciences from October 2005 to March 2008 were analyzed retrospectively. Results: Patients were divided into four groups according to serum prolactin concentration (≤30ng/ml(A组),＞30～≤60ng/ml(B组),＞60～≤90ng/ml(C组),＞90ng/ml(D组)) on the day of hCG administration. Implantation rate was 22.20%, 19.75% and 11.83% respectively and pregnancy rate (PR) was 25.00%、42.70%、27.30% and 5.88% respectively in this 4 groups. In prolactin ＞90ng/ml group, implantation rate and PR were low, comparing with other groups. The difference was statiscally significant. Conclusion: During controlled ovarian stimulation,serum prolactin conncentration was much higner than basal level 。 Implantation rate and clinical pregnancy rate significantly decreased when serum prolactin concentration dramatically increased(＞90ng/ml). To improve the clinical pregnancy rate of IVF-ET，tight monitoring and appropriate intervention are needed for patients with abnormal prolactin level during controlled ovarian stimulation.
【Key Words】 transitory hyperprolactinemia ;in vitro ertilization and embryo transfer；human chorionic gonadotropin( hCG);clinical pregnancy
【关键词】暂时性高催乳素;体外受精与胚胎移植；人绒毛膜促性腺激素；临床妊娠
［论文摘要］ 目的 探讨在体外受精与胚胎移植（IVF-ET）中，注射人绒毛膜促性腺激素（HCG）日血清催乳素(PRL)浓度对妊娠的影响。方法回顾性分析2005年10月～2008年3月202个体外受精与胚胎移植周期的资料。结果 在控制性卵巢刺激（COS）中，按注射HCG日血清催乳素浓度不同分4组，依次为≤30ng/ml(A组),＞30～≤60ng/ml(B组),＞60～≤90ng/ml(C组),＞90ng/ml(D组)。体外受精与胚胎移植的种植率分别为11.76%、 19.71%、 12.72%、2.22%；临床妊娠率分别为25.00%、42.70%、27.30%、5.88%。PRL> >90ng/ml组的种植率及临床妊娠率比其它组低，经χ2 检验，P值分别为0.011和0.009，有统计学意义。结论 控制性卵巢刺激后血清催乳素浓度较基础水平明显升高,HCG注射日血清催乳素明显升高（> 90ng/ml）时，体外受精与胚胎移植的种植率及临床妊娠率明显下降。建议对COS过程中催乳素水平异常的病人给予严密的监测和适当的干预，有助于提高临床妊娠率。
在体外受精-胚胎移植的控制性卵巢刺激（controlled ovary stimulation，COS）过程中，血清催乳素浓度的变化对IVF-ET结局的影响，国内外相关报道很少，且结果不一，本研究回顾性分析了我中心2005年10月～2008年3月202个IVF-ET周期的资料，报告如下。
资料与方法
一、研究对象
研究对象为2005年10月至2008年3月在中山大学附属第一生殖医学中心接受体外受精-胚胎移植(IVF-ET)/卵胞浆内单精子注射-胚胎移植(ICSI-ET)的不孕病人,共有197个病人共202个周期列入研究范围。排除标准:有催乳素分泌异常或垂体腺瘤病史的病人。其不孕原因包括男方因素56例、女性输卵管因素103例、盆腔粘连15例、子宫内膜异位症17例及其它11例（排卵障碍、多次人工受精失败及不明原因等）。
二、研究方法
1. IVF-ET程序: 所有患者按我中心常规方案进行，即应用垂体降调节长方案（促性腺激素释放激素类似物（GnRH-a，商品名：达菲林，法国益普生公司）／促性腺激素（Gn, 商品名：果纳芬，瑞士雪兰诺公司）／绒毛膜促性腺激素（hCG，瑞士雪兰诺公司）序贯方案）进行促排卵，定时经阴道超声（ALOKA IP-1233型超声仪，探头频率7.2 MHz）监测卵泡发育情况及子宫内膜厚度。至卵泡成熟(超声实时显像见双卵巢内有1个以上卵泡直径大于18 mm时)，当天使用hCG10 000 IU肌肉注射，36 h后回收卵母细胞，培养4～6h后进行体外受精，42～45h后根据本中心采用的胚胎评分系统选择优质胚胎进行胚胎移植。
2. 激素测定：分别在治疗前月经周期第2∽3天和hCG注射日当天上午8～9时取静脉血3ml分离血清，测定血清FSH、LH、E2、PRL水平。测定采用化学微粒子酶联免疫发光法（Architect Axsym System，美国）进行。
FSH测定的灵敏度为0.37IU/L，批内变异3.65%～7.64%，批间变异2.13%～5.93%。
LH测定的灵敏度为0.07mIU/L，批内变异4.28%～4.57%，批间变异0.00%～2.49%。
E2测定的灵敏度为20 pg/ml，批内变异4.0%～10.9%，批间变异0.00%～6.40%。
PRL测定的灵敏度为0.02 ng/ml，批内变异3.33%～9.66%，批间变异0.00%～3.91%。
3.临床资料收集:在IVF-ET治疗周期收集以下资料：病人年龄、不孕原因、不孕年限、周期第次、获卵数、受精数、卵裂数、移植胚胎数、妊娠结局等。
4.结果判定
临床妊娠为尿hCG阳性且B超检查示子宫内有妊娠囊或流产病理检查发现绒毛[1]。
三、分组方法
根据HCG日血清PRL值分组,参照PRL正常值为＜30pg/ml[2],将研究对象分为四组：PRL≤30pg/ml(A组),30～≤60pg/ml(B组),＞60～≤90pg/ml(C组),＞90pg/ml(D组).
四、统计学方法
资料采用SPSS11.0统计软件进行分析,结果以均数±标准差（x±s）表示，计量资料采用t检验或方差分析,计数资料的比较采用Kruskal-Wallis、Chi-Square、组间分析、Spearman秩相关分析和多重线性回归(Stepwise法)。P<0.05为差异有统计学。
结果
一、一般资料
本研究共纳入202个周期,其中IVF 135个周期,ICSI 67个周期，ET周期为184个（
7个因取卵数超30个全部胚胎冷冻，2个因取卵数为0，4个因无受精，5个因胚胎未分裂）.观察对象的年龄平均32.42±4.75岁（22～47岁）；不孕年限5.34±3.83年(1～16年);基础血清FSH平均6.16±2.91 IU /L (1.02-26.37IU/L )；基础血清E2平均41.73±24.59IU /L(10～161IU/L);基础血清PRL平均16.60±6.34 ng/ml (2.42-29.98 ng/ml)。各组之间年龄、不孕年限、基础血清FSH、基础血清E2、基础血清PRL等经方差分析,P>0.05, 无统计学意义（见表1）各组的病因构成比，经χ2 检验， P>0.05，无统计学意义。体外受精周期第次构成比，经χ2 检验，P>0.05，无统计学意义。
二、各组HCG日PRL浓度与IVF结局
HCG日PRL值平均45.24±29.22ng/ml(3.50～211.05ng/ml)。各组的HCG日E2、PRL、获卵数、受精率、卵裂率（见表2）、移植胚胎数、种植率、临床妊娠率、流产率、宫外孕率(见表3)。
表1 各组各参数比较
Table 1 Comparing the parameters of the groups
Group Cycle Age 不孕年限 Basal FSH Basal PRL Basal E2
(IU /L) (ng/ml) (pg/ml)
A 56 33.07±3.60 5.64±0.54 6.52±0.39 17.31±0.89 44.37±2.75
B 89 32.26±3.93 5.32±0.40 6.19±0.32 15.85±0.62 41.16±2.52
C 22 33.04±2.72 5.83±0.75 5.83±0.39 16.31±0.62 39.50±6.95
D 17 30.35±4.14 4.31±0.76 5.06±0.41 19.68±1.78 38.53±3.99
Total 184 32.31±4.75 5.34±3.83 6.16±2.91 16.60±6.34 41.73±24.59
Compared through one way anova，P>0.05
表2 各组HCG日PRL浓度与IVF结局（1）
Table 2 The outcome of each group（1）
Group PRL of HCG day E2 of HCG day retrieved oocytes fertilization rate
(ng/ml) (IU /L) （%）
A 19.77±0.89 2032.61±198.24 10.36±0.84 70.32±3.16
B 42.79±0.83 2516.58±159.85 12.75±0.80 72.73±2.19
C 70.93±1.78 2743.68±236.42 16.04±1.73 66.32±5.60
D 118.47±7.01 3024.53±341.41 16.12±1.69 78.65±3.94
Total 45.24±29.22 2452.39±1539.71** 13.5±7.9*** 71.02±23.71
*Compare through one way ANOVA，P<0.01
**Compare through one way ANOVA，P<0.05；
***Compare through one way ANOVA，P<0.05；Compare through Bonffroni,A vs C 、A vs D ，P<0.05
表3 各组HCG日PRL浓度与IVF结局（2）
Table 3 The outcome of each group（2）
Group cleavage rate transferred embryos implantation ratepregnancy rate
(%) （%） (% )
A 67.21±3.17 2.19±0.10 16/136(11.76) 14/56(25.00)
B 66.81±2.28 2.20±0.79 43/218(19.71) 38/89(42.70)
C 67.00±4.50 2.33±0.18 7/56(12.72) 6/22(22.00)
D 74.33±4.87 2.65±0.12 1/45(2.22) 1/17(5.88)
Total 67.61±22.57 2.25±0.78 14.91±23.81* 59/184(32.10)*
*Compare through Pearson chi-square，P<0.05；Compare through Bonffroni ,D vs other groups，P<0.01
基础PRL水平与HCG日PRL水平两总体方差不齐（F=109.2，P<0.01),因此进行校正t检验，t=13.61，P<0.01,可以认为HCG日PRL水平高于基础PRL水平。将HCG日PRL水平与E2水平进行Spearman秩相关分析，相关系数r=0.354，P<0.01，HCG日PRL水平与E2水平呈正相关。各组的获卵数经方差分析，P<0.05；经Bonffroni进行两两比较，A组与C组、D组比较，P<0.05，有统计学意义，即随着HCG日血清PRL浓度升高，获卵逐渐增多。将获卵数与催乳素水平进行Spearman秩相关分析，相关系数r=0.305，P<0.01，获卵数与催乳素水平呈正相关。为了探讨HCG日PRL水平是否可作为预测获卵数的指标，我们以获卵数为因变量，HCG日PRL水平与E2水平为自变量，采用逐步法（stepwise）进行多重线性回归分析，结果自变量HCG日PRL水平未被引入，多重回归方程为：
,，,.X为HCG日E2水平，
因此尚不能认为HCG日PRL水平可以作为预测获卵数的指标。
各组的受精率、卵裂率，分别经χ2 检验，P>0.05，无统计学意义。
各组的种植率，经χ2 检验，P<0.05，有统计学意义，经Bonffroni进行两两比较，D组
与各组比较，P<0.01，有统计学意义，即HCG日PRL浓度>90ng/ml组的种植率较其它组低。
各组移植胚胎数经方差分析，P>0.05，无统计学意义。
各组的妊娠率，经χ2 检验，P<0.05; 有统计学意义；经Bonffroni进行两两比较， D组与各组比较，P<0.01，有统计学意义，即HCG日PRL浓度>90ng/ml组的妊娠率较其它组低。
讨论
3．1 催乳素对生殖生理的作用
催乳素(泌乳素，Prolactin, PRL)是垂体前叶嗜酸细胞、妊娠子宫蜕膜和免疫细胞等分泌的一种单链肽类激素。正常情况下, 垂体前叶分泌的PRL受下丘脑释放的催乳素释放因子（PRL－inhibitory factor，PRF）和催乳素抑制因子（PIF）调控。多巴胺是主要的PIF，其他还有γ-氨基丁酸、促性腺激素相关肽等。PRL的生理作用主要是刺激乳腺组织生长和产生乳汁、调节渗透压及调节羊水成分与容量[3]。近年来的动物实验发现,它对调节卵巢功能、对维持妊娠等均有重要影响。
Goffin V等[4，5]通过转基因技术生成PRLR基因缺失的小鼠,杂合子可以妊娠,但在其第一次妊娠后的哺乳期,无乳汁分泌;纯合子则表现为卵泡发育障碍、受精障碍等多种生殖方面的异常,导致一半的小鼠不孕或生育能力下降,提示PRL及其受体对生殖的重要影响。
人类蜕膜化的子宫基质、正常妊娠及异位妊娠的蜕膜、人类卵泡细胞、肾上腺亦是 PRL及 PRL受体（PRLR）表达的重要场所[6，7]。蜕膜局部的PRL可能通过自分泌/旁分泌的机制调节卵泡发育及子宫腔内的环境，在促使卵泡成熟、增加颗粒细胞雌二醇（E2）、孕酮（P）的分泌、蜕膜营养化及受精卵种植等方面起重要的调节作用。.
而当催乳素水平过高时，其作用于卵巢局部PRL受体，减弱或阻断卵巢对促性腺激素的反应，抑制卵泡的发育和成熟，不能形成排卵前的雌激素高峰及LH峰，并抑制FSH诱导的雌激素的生成、LH诱导的孕酮生成[2]。在临床上催乳素水平过高的女性最常表现为黄体期缩短、连续的不排卵、月经稀发或闭经，育龄期妇女表现为不孕、不育。
综上所述，过低或过高的催乳素水平都可能对人类生殖生理带来不利的影响。
3. 2 控制性卵巢刺激中血清催乳素浓度较基础水平升高
下丘脑通过一种或更多种PRL抑制因子（PRL－inhibitory factor，PRI）对垂体PRL分泌发挥以抑制为主的调节作用。正常月经周期中，催乳素水平在黄体期水平较高[8]，催乳素随E2变化小，在E2峰值后形成小峰：<25ng/ml。Subramanian MG[9] 等发现在正常妇女中，月经中期血清中有生物活性和免疫活性的PRL（即mPRL）浓度升高，而不明原因性不孕的妇女则无这种升高。在妊娠及哺乳期，雌激素的刺激作用使PRL上升。
而在控制性卵巢刺激中，应用促性腺激素可明显提高血清E2、PRL浓度 。Balasch J[10]等的研究表明，在促排卵周期，黄体中期血清PRL水平明显高于促排卵前周期。 Kaplan 等亦报道,用HMG进行促排卵中，黄体期高催乳素血症的发生率增高，且不被GnRH类似物的将调节作用所减弱[11]。本研究结果显示，在使用垂体降调节长方案进行控制性卵巢刺激中，在下丘脑、垂体去势进行的情况下，在注射HCG日，血清催乳素水平较基础水平有显著性升高,可能E2和催乳素之间可能存在一个反馈环路：雌激素与核受体结合后在催乳素分泌细胞中激活转录因子，并反馈性抑制多巴胺的释放，从而增加了PRL的合成分泌。而催乳素对E2是否存在负反馈作用，以控制促性腺激素注射诱发产生过多的E2，国外有研究，在血清E2和PRL水平同时增高的卵巢早衰患者中，使用溴隐亭，结果降低了血清PRL浓度，但提高了血清E2水平，提示催乳素可能可抑制颗粒细胞分泌E2。
3．3 体外受精-胚胎移植中诱发的暂时性高催乳素对妊娠的影响
高催乳素引起生殖功能障碍的机制现有两种学说：（1）中枢作用学说，即PRL通过短反馈机制，抑制下丘脑促性腺激素释放激素（GnRH）的分泌。（2）末梢作用学说， 即高催乳素引起颗粒膜细胞功能障碍，使甾体激素产生减少，影响卵泡的发育。
有多位学者[ 12] [ 13] [14]报道hCG注射日血清催乳素浓度升高对IVF临床妊娠率有影响。但亦有学者[15]认为，血清催乳素浓度与IVF结局无关。
Mendes MC[12]等对超排卵后卵巢过度刺激的病例进行研究,发现血浆中PRL的浓度在取卵前达到最高值, PRL升高的程度与基础PRL水平相比大于两倍组,其大卵泡数(直径>=12mm),卵子成熟率和IVF成功率均高于升高程度小于或等于两倍组,推测暂时性的高催乳素血症与IVF结局有关.
Doldi N[14]等对将进行ICSI治疗存在暂时性高催乳素血症的病人分两组，其中一组服用卡麦角林或溴隐亭使PRL水平下降，另一组安慰剂对照；在IVF周期中，对照组使用FSH总量少、优质胚胎较多、受精率较高、平均移植胚胎数较多。提示：暂时性高催乳素血症与ICSI周期结局成正相关，尤其在卵子质量和受精率方面。
我们的研究结论与上述不全相同：HCG日PRL水平与受精率无关；HCG日PRL＞30～≤60ng/ml(B组)种植率和妊娠率最高；而PRL过高，＞90ng/ml(D组)，将明显影响妊娠结局。
过高的PRL水平可能通过影响下丘脑-垂体-性腺轴功能、黄体功能、子宫内膜的容受性、免疫耐受等方面影响妊娠结局。
高PRL血症对下丘脑-垂体-性腺轴内的各级水平有多种影响：高水平的PRL通过对GT1下丘脑神经元细胞系上表达的PRL受体的一种作用抑制GnRH从该细胞系的释放，通过降低脉冲振幅和频率抑制LH脉冲性分泌。
PRL对大鼠黄体功能有营养作用，因此有“黄体营养激素”之称。McNatty等[16]的研究表明，生理性低水平PRL是人颗粒细胞合成PRL的孕酮所必需的，而体外研究显示，高水平PRL表现为抑制性作用。Feltus FA等的研究显示PRL可以激活Ⅱ型3β-羟甾脱氢酶的表达，该酶是孕酮生物合成过程中最后的酶。国外有报道,给正常妇女口服溴隐亭,致使血浆PRL水平低于正常,则黄体期孕酮水平也显著下降,子宫内膜活检也出现黄体功能不全的表现,说明正常水平的PRL对维持黄体功能是必需的。但高PRL血症可引起颗粒膜细胞功能障碍，使甾体激素产生减少，影响卵泡的发育。Polissceni等通过大鼠实验证实：高催乳素水平（4.6～9.1 nmol/L）可明显减少由hCG诱导的成熟及排卵，可以调控卵巢的局部的β-内啡肽及前列腺素E2（PGE2）的释放，从而干扰外源性Gn诱导排卵的过程。
在胚胎种植期，子宫内膜合成PRL并通过内膜上的PRL-R为胚泡提供适宜的微环境，维持子宫内膜的容受性，而高催乳素则会抑制黄体颗粒细胞增生和黄体功能，使黄体期变短，孕酮不足，孕酮不足会导致植入及早期胚胎发育异常[17]。
PRL不仅是泌乳激素，同时也是淋巴细胞存活、激活和增生的免疫调节因子，过高的PRL水平可能通过其免疫功能影响母体对胚胎种植的免疫耐受。PRL对受TCR刺激的Th1型细胞的成熟发挥作用，并参与T细胞的分化，调节Th1/Th2平衡向Th1方向偏移。而正常妊娠中存在Th1/Th2型细胞因子之间的平衡向远离Th1型细胞因子的方向移动，Th1型细胞因子分泌增多，细胞免疫增强，影响胚胎种植的免疫耐受，损害妊娠，导致流产[18]。
因此，促排卵后PRL水平过高对IVF结局有不利的影响。体外受精与胚胎移植中HCG日PRL维持在适当的水平（＞30～≤60ng/ml）种植率和妊娠率最高，当PRL水平明显升高时（PRL> 90ng/ml），种植率及临床妊娠率明显下降。建议对COS过程中催乳素水平异常的病人给予严密的监测和适当的干预，有助于提高临床妊娠率。
【】
[1]钟依平,周灿权,庄广伦.女性年龄对体外受精与胚胎移植临床效果的影响.中山医科大学学报(AcadJSUMS),1999,20(增刊):55~57
[2]曹泽毅主编.中华妇产•人民卫生出版社.1999；2168～2170.
[3]Whitworth NS.Lactation in humans.Psychoneuroendocrinology 13:171-188,1988
[4]Goffin V,Bouchard B & Ormandy CJ: Prolactin: a hormone at the crossroads of neuroimmuno endocrinology. Ann N Y Acad Sci 840:498,1998
[5]Bole-Feysot C, Goffin V, Edery M, Binart N, Kelly PA. Prolactin (PRL) and its receptor: actions, signal transduction pathways and phenotypes observed in PRL receptor knockout mice.Endocr Rev. 1998 Jun;19(3):225-68.
[6]Andrews ZB,Grattan DR. OPioid receptor subtypes involved in the regulation of prolactin secretion during pregnancy and lactation.Neuroendocrinol,2003,15(3):227-236
[7]Phelps JY,Bugg EM,Shamblott Met al.Prolactin gene expression in human ovarian follicular cells.Fertil Steril,2003,79(1)182-185
[8]Vekemans M, Delvoye P, L,Hermite M, Robyn L: Serum prolactin levels during the menstrual cycle. J Clin Endocrinol.J Clin Endocrinol Metab. 1977 May;44(5):989-93
[9]Subramanian MG, Kowalczyk CL, Leach RE, Lawson DM, et al.Midcycle increase of prolactin seen in normal women is absent in subjects with unexplained infertility.Fertil Steril. 1997 Apr;67(4):644-7.
[10]Balasch J, Creus F, Fabregues F, Carmona F, Casamitjana R, Penarrubia J, et al.: Hormonal profiles in successful and unsuccessful implantation in IVF-ET after combined GnRH agonist/gonadotropin treatment for superovulation and hCG luteal support. Gynecol Endocrinol 1995 Mar;9(1):51-8
[11]Kaplan CR, Koong MK, Olive DL, Riehl RM, Burns WN,Groff TR, Schenken RS: Effects of clomiphene and leuprolide acetate on luteal-phase hyperprolactinemia during ovarian stimulation with menopausal gonadotropins. J IVF Embryo Transfer 1991;8:308–313
[12]Mendes MC, Ferriani RA, Sala MM, Moura MD, Carrara HH, de Sá MF.Effect of transitory hyperprolactinemia on in vitro fertilization of human oocytes.J Reprod Med. 2001 May;46(5):444-50.
[13]Ozaki T, Takahashi K, Kurioka H, Miyazaki K.Influence of midluteal serum prolactin on outcome of pregnancy after IVF-ET: a preliminary study.J Assist Reprod Genet. 2001 Jul;18(7):387-90.
[14]Doldi N, Papaleo E, De Santis L, Ferrari A. Treatment versus no treatment of transient hyperprolactinemia in patients undergoing intracytoplasmic sperm injection programs. Gynecol Endocrinol. 2000 Dec;14(6):437-41.
[15]Cramer DW, Sluss PM, Powers RD, et al：Serum prolactin and TSH in an in vitro fertilization population: is there a link between fertilization and thyroid function?J Assist Reprod Genet. 2003 Jun;20(6):210-5.
[16]McNatty KP, Sawers RS, McNeilly AS. A possible role for prolactin in control of steroid secretion by the human Graafian follicle.Nature. 1974 Aug 23;250(5468):653-5.
[17]Seppala M, Hirvonen E, Ranta T: Hyperprolactinaemia and luteal insufficiency.Lancet. 1976 Jan 31;1(7953):229-30.
[18]Matera L, Mori M.Cooperation of pituitary hormone prolactin with interleukin-2 and interleukin-12 on production of interferon-gamma by natural killer and T cells.Ann N Y Acad Sci. 2000;917:505-13
