Müller细胞对大鼠视网膜微血管内皮细胞增生和迁移的影响
作者：郭斌，王应利，惠延年，王雨生，马吉献
【摘要】 目的：用免疫磁珠法原代培养大鼠视网膜微血管内皮细胞(RMEC)，观察共培养Müller细胞对视网膜微血管内皮细胞增生和迁移的影响。方法：采用免疫磁珠的细胞分选法分离大鼠视网膜微血管内皮细胞，在条件培养基中培养生长，采用第Ⅷ因子抗体免疫组化染色方法鉴定细胞，采用流式细胞术和台盼兰染色分析传代中的微血管内皮细胞纯度以及细胞活性。传统的方法培养并鉴定Müller细胞。采用不同孔径微孔滤膜培养小室，进行大鼠视网膜微血管内皮细胞与Müller细胞分离共培养，对照组培养环境中无Müller细胞。以细胞曲线描绘反映细胞增生，并用流式细胞仪测定细胞周期。相差显微镜下穿过微孔滤膜迁移贴附于背面的内皮细胞数量。结果：通过磁珠分离方法获得了纯度为97.13%大鼠视网膜微血管内皮细胞，细胞活力达92％，第Ⅷ因子抗体染色呈阳性。与Müller细胞共培养的RMEC可早于正常培养2～3d进入生长平台期。RMEC中S期和G2期比例增加，G1期比例相对减少。S、G2和G1期百分比，在共培养组24h分别为44.0％，11.2％和44.8％，48h分别为42.3％，10.9％和46.8％；对照培养组24h分别为41.3％，4.9％和53.8％，48h分别为40.1％，4.7％和55.2％。迁移的细胞数增加，共培养6h移行至膜下的内皮细胞数12.2±2.5个，12h为51.7±23.4个，对照培养6h移行至膜下的内皮细胞3.3±2.5个，12h为14.7±7.0个，6h和12h两组内皮细胞数差异具有统计学意义(P ＜0.05)。
结论：免疫磁珠细胞分选方法可以获得高纯度的大鼠视网膜微血管内皮细胞，且对细胞活力无影响。Müller细胞可以促进视网膜内皮细胞的迁移，促进该细胞的增生。
【关键词】 视网膜
0引言
视网膜血管形成包括血管发生（vasculoge- nesis）和血管生成（angiogenesis）形式，前者是视网膜形态功能发育过程中的重要环节[1,2]，后者与许多眼底病发病相关 [3,4]：如早产儿视网膜病变、增生性糖尿病视网膜病变以及视网膜静脉阻塞等。视网膜微血管内皮细胞（RMEC）是组成视网膜血管的结构单位之一，视网膜血管生成与该细胞所处状态有关，如细胞增生、移行、分化等。从细胞水平来分析视网膜血管生成内环境，可以发现RMEC受到多种周围细胞的调节，其中之一即是Müller细胞[5]。视网膜中Müller细胞是视网膜内最主要的大胶质细胞，它贯穿于视网膜各层，在调节营养神经元、排除代谢产物、维持血管稳态等方面起到重要作用[5]。目前多数报道了正常条件下Müller细胞在RMEC分化和紧密连接通透性方面的作用[6-8]，而无涉及对于RMEC增生和迁移方面的影响。为避免细胞种属间的干扰，我们原代培养Wistar大鼠的RMEC和Müller细胞，采用微孔滤膜培养小室建立三维共培养模型，研究在非接触情况下，Müller细胞对RMEC增生和迁移方面的影响。为进一步研究Müller细胞分泌作用对RMEC的部分生物学特性的影响奠定基础。
1材料和方法
1.1材料 100mL/L 胎牛血清〔（Fetal Bovine Serum, FBS），杭州四季青〕的DMEM（Gibco），100g/L链霉素，100kU/L青霉素，55kU/L肝素（Sigma），75g/L内皮生长添加剂〔（endothelial cell growth supplement, ECGS），Sigma〕，小鼠IgG免疫磁珠（直径4.5±0.2μm，Dynal Biotech）100 μL，用无血清的DMEM清洗3遍，然后加入小鼠抗大鼠PECAM-1 mAb（1g/L，Chemicon）10μL 4℃包被过夜。包被后的磁珠用含有100mL/L FBS清洗3～6遍，悬浮磁珠。
1.2方法
1.2.1 RMEC的培养和鉴定 RMEC分离培养采用改良Hewitt等方法[9-12] ，选择15只Wistar大鼠（由第四军医大学实验动物中心提供），体质量250～300g，屈光介质清晰，眼底无异常。乙醚麻醉处死大鼠，迅速取出眼球，置于含有青霉素/链霉素的磷酸盐缓冲溶液(phosphate buffered solution, PBS)中浸泡5min取出，解剖显微镜（Stemi V6, Zeiss）下无菌操作取出30只视网膜。将视网膜收集在一起，用PBS冲洗，再置于培养皿中剪成小块，再置于1g/L的Ⅰ型胶原酶（Sigma，采用无血清的DMEM配制）5mL中37℃消化30min，过双层的53μm尼龙筛网（上海德华金属网带有限公司），收集滤液离心（400g）10min，弃上清，使用含有100mL/L FBS中和，吹散细胞，400g离心10min，弃上清液。加入100mL/L FBS 1.5mL吹打使细胞悬浮，加入抗体包被的免疫磁珠，4℃孵育30min，紧密结合后，置于磁珠分离装置（MCP-1, Dynal）上用100mL/L FBS洗涤结合磁珠的细胞6次，将细胞接种于明胶包被的培养板中，加入培养液。细胞培养箱（Heraeus）环境为37℃、50mL/L CO2、950mL/L 空气，细胞扩增传代采用2.5g/L胰酶（Gibco）和0.2g/L 乙二胺四乙酸(ethylenediamine tetraacetic acid, EDTA)（1∶1）混合消化液(TE)。 将已消毒的5mm盖玻片置于30mm培养皿中，按1×108/L细胞接种于培养皿中进行细胞爬片，待细胞贴壁牢固后，PBS清洗爬片，40g/L多聚甲醛固定20min，PBS清洗，30mL/L H2O2孵育 15min。PBS清洗，封闭血清孵育20min，兔抗大鼠Ⅷ因子抗体（Zymed）在37℃孵育（湿盒）180min，阴性对照用PBS液代替一抗。PBS清洗，加入辣根过氧化物酶标记的多聚物连接兔IgG工作液37℃孵育（湿盒）30min。PBS清洗标本，DAB显色（避光，镜下观察至棕色）约2～5 min，立体显微镜（Leica）观察照相。显色棕黄色为阳性表达。第6代RMEC使用含有0.4g/L EDTA的PBS溶液冲洗1次，与1mL细胞分离溶液孵育，分散细胞，细胞再用含有100mL/L FBS清洗，使用含有10mL/L山羊血清的三乙醇胺缓冲盐溶液(triethanolamine-buffered saline, TBS)封闭 20min，后与小鼠抗大鼠PECAM-1抗体在冰盒中孵育30min。阴性对照采用DMEM代替小鼠抗大鼠PECAM-1抗体。孵育后细胞用TBS/10g/L BSA清洗2次，再与FITC-小鼠IgG在冰盒中孵育30 min。染色后细胞使用TBS/10g/L BSA洗涤两次，悬浮于0.5mL TBS/10g/L BSA，使用流式细胞仪（FACS，Becton-Dickinson）分析。取第6代RMEC悬液，以4g/L台盼蓝进行细胞染色，3min内在倒置相差显微镜（Axiovert 25，Zeiss）下计数拒染细胞数，每次至少计数100个细胞，计数3次，按活细胞率=拒染细胞数/（拒染细胞数+染色细胞数）的百分数计算平均细胞存活率。
1.2.2 Müller细胞培养及鉴定 Reichenbach等[13]方法，将出生2d的Wistar新生鼠麻醉处死，取出眼球，剥离视网膜，用PBS冲洗，再置于培养皿中剪成小块，用2.5g/L 胰酶消化，振荡20min，加入100mL/L FBS终止消化，经53μm尼龙筛网，得细胞悬液，离心洗涤后接种于培养板中，加入培养液。培养环境及传代方法同RMEC。细胞爬片标本制作同前。PBS清洗，封闭血清孵育20min，一抗采用兔抗大鼠GFAP（Dako）和小鼠抗大鼠vimentin（Dako），在37℃孵育（湿盒）180min，阴性对照用PBS液代替一抗。PBS清洗，加入FITC-二抗工作液37℃孵育（湿盒）60min。PBS清洗标本，封片，荧光显微镜（Zeiss）观察照相。显示绿色荧光为阳性表达。
1.2.3 RMEC实验 第5～6代RMEC生长接近70%时，换去血清培养液，加入无血清培养液，继续培养24 h。取第3～4代生长状态良好的Müller细胞，TE消化制成单细胞悬液，细胞密度为1×107/L，接种于微孔孔径0.4μm Millicell（Millipore）或Transwell（Corning）小室内底面（用于增生实验），或接种于微孔孔径8μm Millicell（用于迁移实验），细胞铺满底面80%可用于进一步实验。取第5～6代生长状态良好的RMEC，TE消化制成单细胞悬液，细胞密度为2×107/L，每孔约500μL接种于24孔板(明胶预先包被)，共接种4个24孔板，分成对照组（孔内放入未接种Müller细胞的Millicell小室）和共培养组（孔内放入接种Müller细胞的Millicell小室）。培养液为100mL/L FBS，每隔2d细胞换液1次。每天各组细胞取3～6孔细胞进行计数，并计算均值。共记数10d，以培养时间为横轴，细胞数(对数)为纵轴，描绘曲线。将RMEC用无血清DMEM制成密度为1×108/L细胞悬液，接种2mL于6孔板(明胶预先包被)，培养液为无血清DMEM，分成对照组（孔内放入未接种Müller细胞的Transwell小室）和共培养组（孔内放入接种Müller细胞的Transwell小室）；细胞培养24h和48h后，常规方法消化，收集细胞，PBS洗涤后，加入10g/L RNA酶溶液200μL，37℃水浴15min，加入碘化丙啶(PI，BD公司)，上流式细胞仪检测DNA含量和细胞周期，资料均经软件收集、贮存和分析。参考孙慧勤等[14]迁移实验方法，将预先接种好Müller细胞的24孔板内放入相应规格的8μm微孔孔径 Millicell小室（12孔），对照组（12孔）在未接种Müller细胞的24孔板内进行相同操作。将RMEC用100 mL/L FBS的DMEM制成密度为1×108/L细胞悬液，接种200μL于Millicell小室内，下方24孔板内加入500μL培养液摇匀，放入孵箱中，6,12 h后取6个Millicell小室，以棉签拭去小室内底面滤膜上的内皮细胞。PBS 洗后将小室置于950mL/L乙醇中固定10min，PBS洗后于高倍镜（×100）下随机计数13个视野内的外底面细胞数。
图1 微孔滤膜培养小室示意图
统计学处理：数据以均数±标准差(x ±s)表示，采用Microsoft Excel 2003软件统计数据，进行t检验，P＜0.05表示数值差异具有统计学意义。
2结果
2.1大鼠RMEC培养及鉴定 原代RMEC可以结合4～6个磁珠(图2A)，其中以结合4个磁珠的常见，也可以看到结合更多磁珠的细胞条索。RMEC一般在24h内贴壁，48h完全牢固贴壁，72h可见细胞伸展，开始增生，呈现克隆样生长(图2B)，14d左右细胞克隆融合呈铺路石样外观。贴壁后细胞多数呈扁平梭形，也有少数细胞形态不规则，细胞长度约为磁珠直径20～30倍，宽度约为磁珠直径5～10倍。新生的细胞还可以结合培养液中游离的磁珠。细胞经历传代后(图2C)，磁珠可脱落，细胞形态较原代更加规则，传代周期缩短至9～12 d。RMEC第Ⅷ因子抗体染色阳性（图3A）。流式细胞仪检测样品抗PECAM-1阳性细胞（图3B）比例为97.1%。台盼兰染色活细胞率92%。
2.2大鼠Müller细胞生长 大鼠Müller细胞在接种后24h内即可贴壁，第1次换液可将漂浮的和贴壁差的细胞洗掉，剩下的细胞多数为Müller细胞，可能混杂神经元细胞，原代细胞一般7～14d即可长满，按照1∶3方式传代，传代后细胞周期缩短至5～7d，经过2次传代后可获纯度相对较高的Müller细胞。细胞形态主要分为两种：一种胞体较大，不规则片状，折光性暗，胞质内原纤维较丰富，胞突的分支少而短（图4A）；另一种胞体较小，蜘蛛状，折光性强，胞突多而长（图4B）。Müller细胞进行GFAP（图5A）和vimentin荧光染色阳性（图5B）。分析对照组与Müller细胞共培养组RMEC生长曲线（图6），发现Müller细胞可以使RMEC提前进入生长平台期。培养5d，共培养组（n＝6）细胞数量为（8.5±3.8）×104，对照组（n＝6）为（3.2±1.4）×104，共培养组RMEC数量较对照组多（P＜0. 01, t＝3.206）。培养10d，共培养组（n＝6）细胞数量为（12.4±4.6）×104，对照组（n＝6）为（12.1±3.0）×104，Müller细胞共培养对RMEC融合期数量没有明显影响（P＞0.01,t ＝0.134）。
A：游离细胞可结合4~6个磁珠，接种于明胶包被的培养皿中；B：6d贴壁血管内皮细胞；C：第5代培养8d，内皮细胞细胞融合
图2 原代培养血管内皮细胞形态×100
A：Ⅷ因子表达阳性；B：PECAM-1表达阳性
图3 视网膜血管内皮细胞免疫组化染色×100
A：不规则片状, 折光性暗，胞质内原纤维较丰富，胞突呈刺状分支；B：蜘蛛状Müller细胞，折光性强，胞质内原纤维较少，胞突多而长
图4 Müller细胞形态×100
A：GFAP表达阳性；B：vimentin表达阳性
图5 Müller细胞免疫荧光染色×200
图6 Müller细胞对RMEC生长曲线的影响
2.3 RMEC细胞周期 由于细胞中DNA成分对于外界影响因子比较敏感，该实验采用无血清培养基尽量减少血清中各种生长调节因子的影响。由于Müller细胞存在使RMEC中S期和G2期比例增加，G1期比例相对减少（表1）。24h共培养组（S＋G2）％为55.2％，较无Müller细胞的对照组46.1％高。48h共培养组（S＋G2）％为53.1％，较无Müller细胞的对照组44.8％高。
2.4迁移实验 传入微孔滤膜培养小室的内皮细胞与在培养板内相似，可很快贴壁生长。当下室无Müller细胞时，6h移行至膜下的内皮细胞3.3±2.5个，12h为14.7±7.0个。当下室有Müller细胞存在时，迁移的细胞数明显增加，6h移行至膜下的内皮细胞12.2±2.5个，12h为51.7±23.4个，与对照组比较，差异具有统计学意义（P＜0.01）。在24 h时观察下室存在游离的细胞，多考虑RMEC迁移而入。
3 讨论
由于体内细胞研究受到限制，所以很多人进行视网膜微血管内皮细胞培养[15,16]。传统的组织块和消化培养方法对于可获得视网膜组织量非常少的大鼠RMEC来说非常困难。本实验采用阳性筛选法纯化RMEC，以小鼠抗大鼠PECAM-1单克隆抗体与包被有小鼠IgG的磁珠孵育，使之成为具有抗大鼠PECAM-1的免疫磁珠，与RMEC表面的PECAM-1结合形成细胞磁珠复合体，经过磁场作用与其他细胞分开。免疫磁珠的主要原理是利用包被的磁性微粒，特异性地与靶物质结合，使结合后的磁珠细胞复合体具有磁顺应性，在外加磁场的作用下，结合有靶物质的磁珠被滞留，从而与其他非磁性成分分离，达到纯化富集的作用，并被公认具有简便易行、分离纯度高、保留细胞活性等优点。我们分选出的细胞群，经流式细胞仪检测由磁珠分离法提纯的抗PECAM-1阳性细胞占细胞总数的97％以上。经台盼蓝染色观察，拒染率达92％，提示细胞活力未受明显影响，提纯的细胞可用于细胞生物学和分子生物学后续实验研究。虽然我们借助于MACS可以获得高纯度和高活性的RMEC，但是培养过程中也存在其他细胞污染的问题，其中主要是胶质细胞、周细胞、成纤维细胞。当污染细胞出现的时候，就需要及时处理。我们在培养过程中进行了几项必要的操作，进一步纯化RMEC，否则会影响内皮细胞的生长：当出现小范围的成纤维细胞时，采用机械除杂的方法及时清除；当污染细胞散在，机械除杂不再可行时，重复进行免疫磁珠纯化细胞步骤，或者根据污染细胞和RMEC贴壁时间差异来除杂。这些方法对于RMEC自身特性和活力没有太大的影响。
Müller细胞培养是一项比较成熟的技术，可以采用的方法有组织块法、消化法等，经过后期生长和机械除杂方法可以获得纯度较高的细胞。细胞培养数代后，我们发现该细胞存在两种形态（图4），片状细胞多出现在细胞培养早期和融合期底层细胞中，而蜘蛛状细胞多出现在融合期上层细胞，偶尔也可以出现在早期。为了排除其它细胞混杂的可能性，进行PECAM-1、Ⅷ因子、α-actin等抗体染色，结果均成阴性。我们推测这种细胞的不同形态形成有两种可能：一是来源于视网膜部位不同，二是在生长过程中互相转化的。有人认为Müller细胞是存在于视网膜中特化的星形细胞，视网膜与脑组织存在部分相似的结构。脑组织中，根据星状胶质细胞的形态和分布部位不同可分成二种：一种是原浆性星状胶质细胞，分布在灰质内，胞体内原纤维较少，胞突的分支多而短；另一种是纤维性星状胶质细胞，分布在脑和脊髓白质内的神经纤维之间，胞突长而直，分支较少，细胞质内有丰富的原纤维[16-18]。这种特化的星形细胞能否像在大脑中一样具有两种形态呢？另有人认为Müller细胞具有部分祖细胞特性[19-20]，在视网膜中如何进一步分化，和不同微环境及代谢状态有关。目前这些相关Müller细胞研究尚在进行中。应用0.4μm微孔滤膜培养小室，进行Müller细胞与RMEC的联合培养，可以更接近体内视网膜内环境，模拟Müller细胞分泌因子对RMEC的作用。而使用8μm的微孔可允许内皮细胞穿过到达膜的下面，这些穿越迁移的内皮细胞可粘附于膜的下面，通过计数滤膜下面的细胞可基本反映细胞的迁移情况。
我们发现Müller细胞可以加速RMEC生长至融合状态，生长过程中S期（DNA合成期）和G2期（生长后期）比例增加，说明Müller细胞可能分泌一些促进细胞生长的因子。此外在Müller细胞存在的培养环境中对RMEC有趋化迁移作用，这也证明该细胞分泌了一些趋化因子。在正常或缺氧环境中Müller细胞可以分泌多种细胞因子，RMEC受到这些因子正向或者负向调节，如血管内皮生长因子(VEGF)、碱性成纤维细胞生长因子(bFGF)、胰岛素样生长因子(IGF)-1、肝细胞生长因子(HGF) 和肝素结合表皮生长因子样生长因子(HB-EGF)等可以促进RMEC生长，转化生长因子(TGF)-β、凝血酶敏感蛋白(TSP)-1 、色素上皮衍生因子(PEDF)等抑制RMEC生长。正相和负相调节因子稳态被打破是造成血管形成的根本原因[21,22]。我们培养过程中Müller细胞条件培养基促进RMEC增生和迁移，说明正向调节强于负向调节，有利于血管形成。本结果与Behzadian等[23]相反，他们进一步研究Müller细胞分泌TGF-β等因子抑制了RMEC生长。但Eichler等[24]和Beuckman等[25]实验结果发现Müller细胞分泌多种促进RMEC生长的因子，促进细胞增生和分化，我们实验结果与此部分相同。通过对回顾，我们也认为血管形成与否可能依赖于两种因子的平衡状态。
致谢：德国洪堡基金会(Alexander von Humbo ldt Foundation)仪器设备捐赠基金(V-8151/02085)资助。
【文献】
1 Chang-ling T, Halasz P, Stone J. Development of retinal vasculature in the cat: processes and mechanisms. Curr Eye Res ,1990;9(5):459-478
2 Gariano RF, Iruela-Arispe ML, Sage EH, Hendrickson AE. Immunohistochemical characterization of developing and mature retinal blood vessels. Invest Ophthalmol Vis Sci ,1996;37(1):93-103
3 Carmeliet P. Mechanisms of angiogenesis and arteriogenesis. Nat Med, 2000;6(4):389-395
4 Fruttiger M. Development of the mouse retinal vasculature: angiogenesis versus vasculogenesis. Invest Ophthalmol Vis Sci ,2002;43(2):522-527
5 Reichenbach A, Robinson SR. Neuroglia. Oxford University Press,1995:58-59
6 Gardner TW, Lieth E, Bonsall DJ, Lesher T, Khin SA, Rice K, Barber AJ, Brennan WA. Astrocytes increase barrier properties and ZO-1 expression in cultured retinal capillary endothelial cells. Invest Ophthalmol Vis Sci ,1997;38(11):2423-2427
7 Zhang Y, Stone J. Role of astrocytes in the control of developing retinal vessels. Invest Ophthalmol Vis Sci, 1997;38(9):1653-1666
8 Penfold PL, Provis JM, Madigan MC, van Driel D, Billson FA. Angiogenesis in normal human retinal development: involvement of astrocytes and macrophages. Graefe's Arch Clin Exp Ophthalmol ,1990;228(3):255-263
9 Matsubara TA, Murata TA, Wu GS, Barron EA, Rao NA. Isolation and culture of rat retinal microvessel endothelial cells using magnetic beads coated with antibodies to PECAM-1. Curr Eye Res ,2000;20(1):1-7
10 Hewitt PW, Murray JC. Immunomagnetic purification of human microvessel endothelial cells using Dynabeads coated with monoclonal antibodies to PECAM-1. Eur J Cell Biol ,1993;62(2):451-454
11刘洪雷,惠延年,刘军,王雨生.改良人视网膜微血管内皮细胞原代培养及鉴定.眼科新进展,2005;25(3):197-200
12 Wang YS, Fruedrichs U, Eichler W, Hoffmann S, Wiedemann P. Advanced glycation endproducts enhance proliferation, but not tub formation in choroidal microvascular endothelial cells. Int J Ophthalmol (Guoji Yanke Zazhi), 2005;5(2):209-216
13 Reichenbach A, Stolzenburg JU, Wolburg H, Hartig W, el-Hifnawi E, Martin H. Effects of enhanced extracellular ammonia concentration on cultured mammalian retinal glial (Müller) cells. Glia ,1995;13(3):195-208
14孙慧勤,卞修武,陈意生,史景泉.去甲二氢愈创木酸对胶质瘤细胞诱导的内皮细胞迁移的影响.中华病杂志,2000;29(1):30-33
15孙旭芳,曾水清,张虹,杨红,李贵刚,李晓青.血管抑素抑制鼠视网膜微血管内皮细胞增生及视网膜新生血管形成的研究.中华医学杂志,2004;84(20):1732-1736
16 Mugnaini E, Walberg F. Ultrastructure of neuroglia. Ergeb Anat Entwicklungsgesch ,1964;37:194-236
17 Rosewater K, Sontheimer H. Fibrous and protoplasmic astrocytes express GABAA receptors that differ in benzodiazepine pharmacology. Brain Res ,1994;636(1):73-80
18 Raff MC, Miller RH, Noble M. A glial progenitor cell that develops in vitro into an astrocyte or an oligodendrocyte depending on culture medium. Nature ,1983;303(5916):390-396
19 Walcott JC, Provis JM. Müller cells express the neuronal progenitor cell marker nestin in both differentiated and undifferentiated human foetal retina. Clin Exp Ophthalmol ,2003;31(3):246-249
20 Mayer EJ, Carter DA, Ren Y, Hughes EH, Rice CM, Halfpenny CA, Scolding NJ, Dick AD. Neural progenitor cells from postmortem adult human retina. Br J Ophthalmol ,2005;89:102-106
21 Folkman J. Angiogenesis in cancer, vascular, rheumatoid, and other diseases. Nat. Med ,1995;1(1):27-31
22 Eichler W, Yafai Y, Wiedemann P, Reichenbach A. Angiogenesis-related factors derived from retinal glial (Müller) cells in hypoxia. Neuroreport ,2004;15(10):1633-1637
23 Behzadian MA, Wang XL, Jiang B, Caldwell RB. Angiostatic role or astrocytes: Suppression of vascular endothelial cell growth by TGF-β and other inhibitory factor(s). Glia ,1995;15(4):480-490
24 Eichler W, Yafai Y, Kuhrt H, Grater R, Hoffmann S, Wiedemann P, Reichenbach A. Hypoxia: modulation of endothelial cell proliferation by soluble factors released by retinal cells. Neuroreport ,2001;12(18):4103-4108
25 Beuckmann CT, Dernbach K, Hakvoort A, Galla HJ. A new astrocytic cell line which is able to induce a blood-brain barrier property in cultured brain capillary endothelial cells. Cytotechnology ,1997;24(7):11-17
